FL6000Dwumodularny miernik fluorescencji chlorofilowej

FL6000Dwumodularny fluorescentor chlorofilowy jest najnowszą uaktualnioną wersją fluorescentora chlorofilowego dwumodulatorowego FL3500, przeznaczonego do potężnego narzędzia badawczego do dogłębnego badania mechanizmów fotosyntezy mikroalg, chlorofilow lub zawiesin kapsylnych, takich jak algi niebiesko-zielone lub zielone. Urządzenie posiada kontrolę pomiarową dwukanałową, która może kontrolować temperaturę próbki pomiarowej i jest wyposażone w światło jednostkowe (STF), wbudowane w wiele samodzielnie modyfikowalnych przez użytkownika procedur pomiarowych, które mogą prowadzić obecne międzynarodowe badania na temat różnych głębokich mechanizmów fluorescencji chlorofilowej. Jego podstawową strukturą jest głowica pomiarowa optyczna zawierająca standardową szklankę do próbek zawiesiny, 3 wbudowane zestawy źródeł światła LED i 1 detektor sygnału diody PIN z konwersją 1 MHz/16-bitową AD. Zysk i czas punktów konwersji AD można kontrolować za pomocą oprogramowania. Detektor mierzy sygnały fluorescencyjne chlorofylu w rozdzielczości czasowej do 4 µs (wersja szybka to 1 µs).

Obszary zastosowania:

·Właściwości fotosyntezy roślin i przesiewanie zaburzeń metabolicznych

·Wykrywanie przymusu biologicznego i niebiologicznego

·Badania odporności lub podatności roślin na kompulsję

·Badania chaosu metabolicznego

·Badania mechanizmu pracy systemu fotosyntezy

·Badania strategii reagowania fotofizjologicznego roślin przymusowych

Typowe próbki:

·Niebieskie algi (bakterie niebieskie)

·Zielone algi

·Zawieszyna chlorofilowa

·Zawieszyna cysterów

·Odłamki roślin

Funkcje:

·Wbudowane pomiary indukcji fluorescencji chlorofilowej, pomiary PAM (modulacja pulsowa), szybkie pomiary dynamiki fluorescencyjnej OJIP, QA - dynamika ponownego utleniania, konwersja stanu S, tłumienie fluorescencji chlorofilowej i inne procedury pomiarowe są najbardziej wszechstronnym fluorometrem chlorofilowym na świecie.

·Technologia podwójnej modulacji, podwójna modulacja światła, z modulacją światła optochemicznego i światła optochemicznego ciągłego, do pomiaru STF (błysk jednoobwodowy), TTF (błysk dwukolorowy) i MTF (błysk wielokrotny) oraz niestandardowa technologia FRR (szybka częstotliwość powtarzania)

·Rozdzielczość czasowa do 4 µs w wersji standardowej, wersja szybkaDo 1 µs, najwyższa obecna rozdzielczość czasowa fluorescencji chlorofilowej

·Jednostka sterowania jest dwukanałowa, można podłączyć czujnik temperatury do kontroli temperatury, podłączyć jednostkę pomiarową tlenu do pomiaru reakcji Hilla itp.

·Wysoka wrażliwość, minimalny limit wykrywania 100ng Chla/L

·Światło pomiarowe, światło optyczne, nasycone źródło światła jednostkowego odwrotu, kolor i intensywność mogą być dostosowane

·Kolorowy wyświetlacz dotykowy umożliwia wyświetlanie wykresów fluorescencyjnych w czasie rzeczywistym

Parametry techniczne:

·Procedura eksperymentalna: pomiar efektu indukowania fluorescencji chlorofylu Kautsky'ego; PAM (modulacja pulsowa)Dynamika gaszenia fluorescencyjnegopomiary; Szybkie pomiary dynamiki fluorescencyjnej OJIP; QA – dynamika ponownego utleniania; konwersja stanu S; Szybka fluorescencja chlorofilowa

• Parametry fluorescencyjne:

uPAMPomiar dynamiki tłumienia fluorescencyjnego: pomiar krzywej dynamiki tłumienia fluorescencyjnego, można obliczyć F₀Fm, Fv, F₀’,Fm’,Fv’,QY(II),NPQ,ΦPSII,Fv/Fm,Fv’/Fm’,Rfd,qN,qP,ETRPonad 50 parametrów fluorescencyjnych chlorofylu;

uOJIPSzybkie pomiary dynamiczne fluorescencyjne: pomiar krzywej dynamicznej fluorescencyjnej OJIP z możliwością obliczenia F₀FJ, Fi, Fm, Fv, VJ, Vi, Fm / F₀Właściwie FV/F₀Fv / Fm, M0, obszar, obszar ustalony, SM, SS, N, Phi_P₀Psi_₀i Phi_E₀z Phi_D₀Właściwości: Phi_Pav, ABS/RC, TR₀/ RCoraz ET₀/ RCi DI₀/ RCponad 20 odpowiednich parametrów;

uQAKinetyka ponownego utleniania (QA): pomiar krzywej kinetyki ponownego utleniania (QA), która odpowiada odpowiednim amplitudom (A1, A2, A3) i stałym czasowi (T1, T2, T3) w fazie szybkiej, fazie średniej i fazie wolnej podczas ponownego utleniania (QA).

uSKonwersja stanu (test stanu S): pomiar krzywej odchylania fluorescencyjnego testu stanu S do obliczania nieaktywnego systemu światła II (PSII)_XLiczba centrów reakcji

uIndukcja fluorescencji błyskowej (Flash Fluorescence Induction, FFL): do obliczania efektywnej powierzchni anteny, łączności anteny itp.

uDostarczanie niestandardowej funkcji protokołu umożliwiającej heterogeność anteny PSIIαZ PSIIβAnaliza, efektywna powierzchnia przecięcia anteny PSII (sPSIIPomiar innych parametrów (opcjonalna funkcja dostosowania)

uQA– krzywa dynamiki ponownego utleniania iTest stanu SKrzywa osłabienia fluorescencji (Li，2010）

·Rozdzielczość czasowa (częstotliwość próbkowania): detektor o wysokiej wrażliwości w wersji standardowej o rozdzielczości czasowej 4 µs i wersji szybkiej o 1 µs

·Minimalny limit wykrywania: wersja standardowa 100ng Chla / L, wersja szybka 1μg Chla / L

·Jednostka sterowania: kolorowy wyświetlacz dotykowy umożliwiający wyświetlanie wykresów fluorescencyjnych w czasie rzeczywistym

·Pokój pomiarowy:

lubPomiar błysku: 623nm czerwonego pomarańczowego światła i 460nm niebieskiego światła, czas błysku 2-5µs

lubNasycony błysk jednocyklowy: maksymalna intensywność światła 170000 µmol (fotony) / m².s, czas błysku 20-50 µs

lubŚwiatło optochemiczne trwałe: maksymalna intensywność 3500 µmol (fotony) / m².s

lubDetektor fluorescencyjny: diody optyczne PIN

lubADKonwerter: 16bit

lubPróbka rurka: powierzchnia dna 10 x 10 mm, objętość 4 ml

• Indywidualna komora pomiarowa (opcjonalnie): można dostosować kolory światła, błysku nasyconego i światła optochemicznego (niebieski, niebieski, bursztynowy itp.) oraz pasma wykrywania (ChlA, ChlB)

• Dalkie źródło światła podczerwonego (opcjonalnie): do pomiaru F₀Długość fali 730 nm

·Moduł pomiaru tlenu (opcjonalnie): pomiar uwalniania tlenu przez wodorosty

·Kontrola temperatury (opcjonalnie): TR 6000, zakres temperatury 5-60 ° C, dokładność 0,1 ° C

• Mieszanie elektromagnetyczne (opcjonalne): do mieszania próbek, zapobiegania osadzeniu próbek, ręczna regulacja prędkości lub automatyczna kontrola oprogramowania

• Interfejs komunikacyjny: port seryjny RS232 / USB

FluorWinOprogramowanie: definiowanie lub tworzenie projektów eksperymentalnych, ustawienia kontroli źródła światła, wyjście danych, przetwarzanie analityczne i wyświetlanie wykresów

Typowe zastosowania:

1. Naukowcy Wang Qiang z Instytutu Biologii Wodnej Chineskiej Akademii Nauk Naukowych wykazali, że stresowanie azotanów wpływa najpierw na stronę receptora PSII Synechocystis sp. PCC 6803 za pomocą fluorometru chlorofilowego FL3500 (model poprzedni FL6000) i systemu uwalniania ciepła roślin TL (Zhan X, et al, 2017). Badania tego głębokiego mechanizmu fotosyntezy często wymagają połączenia obu instrumentów.

2.Badacz Pan Zhuang z Instytutu Ekologii i Geografii Xinjiang Chin Academy of Sciences i jego grupa tematyczna wykorzystała fluorescencer chlorofilowy FL3500 (model przed FL6000) do dogłębnych badań toksyczności różnych szkodliwych substancji dla alg w środowisku, takich jak metale ciężkie, sole, toksyczne związki, herbicydy, insektycydy i antybiotyki. Dzięki unikalnemu programu pomiaru fluorescencji chlorofilowej, takiemu jak szybkie pomiary dynamiki fluorescencyjnej OJIP o wysokiej rozdzielczości FL3500, QA - dynamika ponownego utleniania i konwersja stanu S, w pełni ujawniono toksyczne mechanizmy uszkodzenia systemu fotosyntezy wodorostów w różnych stężeniach i czasach przetwarzania oraz ich wpływ na środowisko. Obecnie grupa tematyczna Pan Hyang wykorzystała FL3500 (model przed FL6000) do opublikowania ponad dwudziestu artykułów wysokiego poziomu w międzynarodowych czasopismach SCI i krajowych czasopismach bazowych.

Miejsce pochodzenia: Czechy

Referencje:

1. Manaa A, i in. 2019. Tolerancja soliności quinoa (Quinoa z ChenopodiumWilld) według oceny ultrastruktury chloroplastu i wydajności fotosyntetycznej. Botania środowiskowa i eksperymentalna 162: 103-114

2. Yu Z, i in. 2019. Wrażliwość Chlamydomonas reinhardtii na stres kadmowy jest związana z fototaksą. Nauka o środowisku: procesy i wpływy 21: 1011-1020

3. Liang Y, i in. 2019. Mechanizmy cząsteczkowe aklimatacji temperatury i adaptacji w diatomie morskiej. Czasopismo ISME, DOI: 10.1038/s41396-019-0441-9

4. Orfanidis S, i in. 2019. Rozwiązywanie eutrofizacji cyanobakterii przez biotechnologię. Nauki Stosowane 9(12): 2566

5. Sicora C I i in. 2019. Regulacja funkcji PSII wCyanothecesp. ATCC 51142 podczas cyklu światło-ciemno. Badania fotosyntezy 139(1-3): 461-473

6. Smythers A L, i in. 2019. Charakteryzacja wpływu Poasta naChlorella vulgarisorganizm niedocelowy. Chemosfera 219: 704-712

7. Albanese P, i in. 2018. Modulacja proteomu tylakoidowego w roślinach grochu uprawianych przy różnych promieniowaniach: ilościowe profilowanie proteomicznemodel organizmu wspierany przez integrację danych transkryptomicznych. Dziennik Roślin 96(4): 786-800

8. Antal T, Konyukhov I, Volgusheva A i in. 2018. System indukcji i relaksacji fluorescencji chlorofilowej do ciągłego monitorowania zdolności fotosyntetycznej w fotobioreaktorach. Physiol Plantarum. DOI: 10.1111/ppl.12693

9. Antal T K, Maslakov A, Yakovleva O V, et al. 2018.Symulacja kinetyki wzrostu i rozpadu fluorescencji chlorofilu oraz zmian absorbancji związanych z P700 za pomocą opartej na zasadach kinetycznej metody Monte-Carlo. Badania fotosyntezy. DOI: 10.1007 / s11120-018-0564-2

10.Biswas S, Eaton-Rye J J, i in. 2018. PsbY jest potrzebny do zapobiegania fotouszkodzeniom fotosystemu II w mutancie brakującym PsbMSynechocystissp. PCC 6803. Fotosyntetyka, 56(1), 200–209.

11.Bonisteel E M, i in. 2018. Różnice specyficzne dla szczepu w szybkości naprawy fotosystemu II u pikocjanobakterii korelują z różnicami w poziomie białka FtsH i wzorcach ekspresji izoformy. PLoS ONE 13(12): e0209115.

12.Fang X i in. 2018. Odpowiedzi transkryptomiczne cyanobakterii morskiejProchlorococcusdo produktów lizy wirusowej. Mikrobiologia środowiska, doi: 10.1101/394122.

13.Kuthanová Trsková E, Belgio E, Yeates A M i in. 2018. Czułość protonów anteny określa strategię zbierania światła fotosyntetycznego, Journal of Experimental Botany 69(18): 4483-4493